Microbiota intestinal do leitão: fatores de interferência, modulação e importância das bactérias ácido-láticas

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Foto dos leitões - imagem que pertence ao artigo sobre microbiota intestinal do leitão

O leitão, durante toda a fase intrauterina, apresenta o trato gastrointestinal (TGI) estéril, sendo que a colonização bacteriana se inicia logo ao nascimento, quando o animal entra em contato com os microrganismos da mucosa vaginal da porca (Bertechini; Hussain, 1993), sofrendo naturalmente alterações subsequentes. Segundo Ducluzeau (1983), após 10-12h do nascimento, o leitão apresenta 108 – 109 unidades formadoras de colônia (UFC) de microrganismo por grama de fezes, estabilizando esses valores após 24 a 48h de vida.

A microbiota se diferencia ao longo dos segmentos do TGI, com quantidade e tipos de bactérias distintas, na qual é influenciada pelo pH, disponibilidade de substratos, secreção de muco, peristaltismo e tempo de trânsito do conteúdo digerido (Heo et al., 2012). Sendo assim, no estômago e intestino delgado (ID), principalmente na porção superior (duodeno), as bactérias estão em menor número, em virtude do maior peristaltismo e pH ácido, comparado com o intestino grosso (IG), dificultando a colonização e a proliferação bacteriana (Hao; Lee, 2004).

A maior prevalência de microrganismos está na região caudal do intestino, com predomínio no IG. Esta maior proporção para tais segmentos está relacionada com o ambiente anaeróbico, temperatura, velocidade de passagem da digesta e pH mais básico, quando comparado ao intestino delgado. Nessa porção já foram descritas cerca de 500 espécies diferentes de microorganismos. Em uma microbiota normal e equilibrada prevalecem os gêneros: Streptococcus, Lactobacillus, Bifidobacterium, Enterococcus, Eubacterium, Fusobacterium, Peptostreptococcus, Enterobacter, Bacteroides e Porphyromona. Enquanto coliformes, E. coli e Clostridium spp estão em menores proporções (Vondruskova et al., 2010).

A partir da ingestão do leite materno ocorre a redução do pH estomacal do leitão pela ação da lactase (produção de ácido láctico), viabilizando o crescimento de microrganismos benéficos como Lactobacillus e diminuindo a quantidade e a passagem de bactérias patogênicas como E. coli para o intestino delgado (Sanches, 2006).

Algumas bactérias do gênero Lactobacillus e Bifidobacterium também são importantes para a acidificação do TGI e proteção contra o crescimento de microrganismos patogênicos. Estes representam dois dos principais gêneros pertencentes à microbiota intestinal de leitões durante o aleitamento e são caracterizadas como bactérias ácido-láticas (Everaert et al., 2017).

O gênero Lactobacillus, comumente, são encontrados na parte não secretora do estômago, em função do baixo pH e se distribuem para o intestino delgado (Vondruskova et al., 2010). Danielson et al. (1989) relataram que Lactobacillus, além da proteção do TGI contra bactérias patogênicas através da acidificação, podem inibir a colonização e a multiplicação de E. coli através de bloqueios de receptores intestinais e secreção de metabólitos tóxicos.

 Os leitões na fase de amamentação possuem alguns mecanismos que possibilitam solucionar a baixa secreção ácida do estômago. Lactobacillus, através da fermentação da lactose disponível no leite da porca, produzem o ácido lático, que é a principal fonte de acidificação do TGI dos leitões, protegendo-os contra patógenos que não toleram o meio mais acidificado, além de possuir uma menor necessidade de secreção transitória de ácidos, devido à ingestão em baixas quantidades, mas em altas frequências (Ravindran; Kornegay, 1993). Porém, altas concentrações de ácido lático no estômago tendem a inibir a secreção de ácido clorídrico (HCl) (Lawlor et al., 2005), sendo um fator limitante do processo digestivo na fase de pós-desmama, como relataram Heo et al. (2012).

Kubasova et al. (2017) correlacionaram positivamente a abundância de Lactobacillus com a concentração de lactose (durante o aleitamento) e; negativamente com a concentração de Clostridium, Streptococcus, Escherichia, Shigella, Enterococcus e Staphylococcus. Porém, esses gêneros de bactérias cresciam conforme as concentrações de proteínas na alimentação aumentavam (após o desmame), apontando que a microbiota intestinal é modulada através do aleitamento, ocorrendo redução da infecção bacteriana e ocorrência de doenças entéricas.

A microbiota intestinal se mantém relativamente estável até o momento do desmame (Pluske et al., 2002), porém, a secreção ácida insuficiente, somada a todos os diversos fatores estressantes pelas quais os leitões passam no desmame, pode gerar na maioria dos casos desequilíbrio da microbiota intestinal (Ravindran; Kornegay, 1993; Heo et al., 2012). A dificuldade do leitão recém desmamado em manter o pH gástrico mais acidificado dificulta a digestão e favorece a proliferação de patógenos, por fornecer substrato e condições favoráveis de pH (Taylor, 1959), tendo como característica o aumento da contagem dos coliformes fecais e queda do número Lactobacillus no intestino (Ravindran; Kornegay, 1993).

Chen et al. (2017) avaliaram a microbiota transitória do leitão, coletando fezes 10 dias pré-desmame ao 10º dia (desmame) e ao 21º dia pós desmame. Os resultados demonstraram a predominância de Fusobacterium, Lactobacillus, Bacteroides, Escherichia/Shigella e Megasphaera. No pós-desmame, a microbiota bacteriana mudou rapidamente e se estabilizou no décimo dia pós creche. A população foi substituída principalmente por bactérias do gênero Clostridium, Roseburia, Paraprevotella e Blautia.

Frente a esse contexto, existem estratégias nutricionais que fornecem proteção para o leitão recém desmamado, atuando na modulação da microbiota intestinal. Substratos fermentáveis, como a lactose; e aditivos acidificantes, como os ácidos orgânicos; proporcionam suporte para as bactérias ácido-láticas, além de fornecer um meio mais acidificado para a colonização TGI frente às bactérias patogênicas.

Níveis de inclusão de 20% de lactose total frente a 10% de lactose total na dieta nas primeiras 2 semanas pós-desmame, mostra resultados significativos na redução do pH e da quantidade de Salmonella spp no íleo, maior concentração de Lactobacillus spp e redução de E. coli no ceco, redução do pH no cólon, redução da eliminação de gases nocivos, maior digestibilidade da matéria seca e energia bruta da dieta, além de aumentar a concentração de ácidos graxos voláteis na digesta do íleo, ceco e cólon (Jeong, et al., 2019).

Já os ácidos orgânicos podem atuar na modulação da microbiota intestinal através da redução do pH do TGI e por meio do efeito antimicrobiano específico que possuem (Partanen; Mroz, 1999), criando um ambiente negativo para o crescimento de microrganismos patogênicos como a E. coli e a Salmonella spp, que não toleram ambientes com mais acidificados (Suiryanrayna; Ramana, 2015) e favorecendo a colonização por bactérias ácido-láticas.

Os ácidos orgânicos também podem influenciar a morfologia da mucosa intestinal através da estimulação direta sobre a proliferação das células epiteliais, melhorando a relação da altura das vilosidades e da profundidade das criptas (Dibner; Butin, 2002), provendo melhores condições de saúde, morfologia intestinal, digestão, aproveitamento alimentar e desempenho zootécnico.

Avaliando a integridade intestinal e parâmetros zootécnicos de leitões tratados com clorohidroxiquinolina (Halquinol®), além da diversidade de microbiota em leitões alimentados com dietas de alta e baixa complexidade, Rezende (2019) verificou que o maior CMD e GPD e melhora na CA  foram obtidos no grupo de animais que receberam a clorohidroxiquinolina (Halquinol®) do desmame à 49 dias. Possivelmente, essa melhora está relacionada com a modulação da microbiota pelo promotor visto que, uma microbiota estável melhora a eficiência alimentar de seus hospedeiros, por melhorias no aproveitamento de nutrientes pela fermentação e inibição do crescimento de outros microrganismos potencialmente patogênicos (Littman e Pamer 2011).

Considerando os desafios vivenciados pelo leitão na fase de creche e o seu desenvolvimento tanto fisiológico quanto para deposição proteica, a adição de ingredientes que possibilitem melhor aproveitamento dos nutrientes se faz necessária para o seu crescimento, atuando no sistema imune, regulação de pH e modulação da microbiota intestinal. Diante disso, o uso de dietas de alta complexidade, ou seja, além do milho e farelo de soja é indispensável que haja ingredientes de fácil absorção (cereais pré-gelatinizados, derivados lácteos, probióticos, prebióticos, leveduras, plasma sanguíneo, entre outros) e que possibilitem os benefícios já mencionados. Sendo assim, o conteúdo da dieta pode influenciar fortemente a composição da microbiota (Leser et al, 2000).

Ainda sobre o estudo de Rezende (2019), observou-se que a comunidade microbiana esteve presente tanto com o uso de dietas de baixa complexidade quanto em dietas de alta complexidade. Aos 42 dias em dietas de baixa complexidade, observou-se a prevalência dos gêneros Eubacterium, Lactobacillus e Bacterioides. Já aos 70 dias, verificou-se a presença do gênero Mitsuokella em dietas de alta complexidade. O uso de dietas de alta complexidade possibilitou níveis constantes em termos de diversidade, o que não correu em dietas de baixa complexidade. Sabe-se que uma microbiota mais estável é benéfica para o hospedeiro, participando de processos metabólicos e protegendo contra potenciais patógenos (Guevarra et al., 2018).

O uso de algumas ferramentas nutricionais possibilita a manutenção do equilíbrio da microbiota intestinal e dessa forma, minimizar os desafios enfrentados pelo leitão na fase de creche garantindo melhor desempenho zootécnico na produção.

Nutrição Animal – Agroceres Multimix


Referências bibliográficas

BERTECHINI, A. G.; HUSSAIN, S. M. O fantástico mundo dos probióticos. Campinas, SP: Biotecnal, 1993. p. 97.

CHEN L, XU Y, CHEN X, FANG C, ZHAO L AND CHEN F. The Maturing Development of GutMicrobiota in Commercial Pigletsduring the Weaning Transition.Frontiers in Microbiology, v.8, p.1688-1698, 2017.

DANIELSON, A. D.; PEO Jr, E. R.; SAHAN, K. M.; WHALER, P. J.; AMER, M. A. Anticholesteremic Property of Lactobacillus Acidophilus Yogurt Fed to Mature Boars. Journal of Animal Science. v. 67, n. 4, p.966-974, 1989.

DIBNER, J. J.; BUTTIN, P. Use of Organic Acids as a Model to Study the Impact of Gut Microflora on Nutrition and Metabolism. Journal of Applied Poultry Research, v. 11, p. 453–463, 2002

DUCLUZEAU, R. Implantation and development of the gut flora in the newborn animal. Annales de recherches vétérinaires. v. 14. n. 4, p.354-359, 1983.

EVERAERT, N.;  VAN CRUCHTEN, S.; WESTRÖM, B.; BAILEY, M.; VAN GINNEKEN, C.; THYMANN, T.; PIEPER, R. A review on early gut maturation and colonization in pigs, including biological and dietary factors affecting gut homeostasis. Animal Feed Science and Technology, v. 233, n. 1, p.327-339, 2017.

GUEVARRA, R. B. et al., 2018. The dynamics of the piglet gut microbiome during the weaning transition in association with health and nutrition. Journal of Animal Science and Biotechnology, 9(54), pp. 1-9.

HAO, W; LEE, Y. Microflora of the Gastrointestinal Tract: A Review. Public Health Microbiology, v. 268, p.491-502, 2004.

HEO, J. M.;  OPAPEJU, F. O.; PLUSKE, J. R.; KIM, J. C.; HAMPSON, D. J.; NYACHOTI, C. M. Gastrointestinal health and function in weaned pigs: a review of feeding strategies to control post-weaning diarrhoea without using in-feed antimicrobial compounds. Journal Of Animal Physiology And Animal Nutrition, v. 97, n. 2, p.207-237, 2012.

JEONG, Y.D.; KO, H.S.; HOSSEINDOUST, A.; CHOI, Y.H.; CHAE, B.J.; YU, D.J.; CHO, E.S.; CHO, K.H.; SHIM, S.M.; RA, C.S.. Lactobacillus-based fermentation product and lactose level in the feed for weanling pigs: effects on intestinal morphology, microbiota, gas emission, and targeted intestinal coliforms. Livestock Science, [s.l.], v. 227, p. 90-96, set. 2019.

KUBASOVA, T.; DAVIDOVA-GERZOVA, L.; MERLOT, E.; MEDVECKY, M.; POLANSKY, O.; GARDAN-SALMON, D. Housing Systems Influence Gut Microbiota Composition of Sows but Not of Their Piglets. Plos One, v. 12, n. 1, p.1-10, 2017.

LAWLOR, P. G.; LYNCH, P. B.; CAFFREY, P. J.; O’REILLY, J. J.; O’CONNELL, M. K. Measurements of the acid-binding capacity of ingredients used in pig diets. Irish Veterinary Journal. v. 58, n. 8, p.447-452, 2005.

LESER, T. D. et al., 2000. Changes in bacterial community structure in the colon of pigs fed different experimental diets and after infection with Brachyspira hyodysenteriae. Applied and Environmental Microbiology, 66(8), pp. 3290-3296.

LITTMAN, D. R. & PAMER, E. G., 2011. Role of the Commensal Microbiota in Normal and Pathogenic Host Immune Responses. Cell Host & Microbe, Volume 10, pp. 311-323

PARTANEN, K. H.; MROZ, Z. Organic acids for performance enhancement in pig diets. Nutrition Research Reviews, v. 12, n. 1, p. 117, 1999.

PLUSKE, J. R.; PETHICK, D. W.; HOPWOOD, D. E.; HAMPSON, D. J. Nutritional influences on some major enteric bacterial diseases of pig. Nutrition Research Reviews, v. 15, n. 02, p.333-372, 2002.

RAVINDRAN, V; KORNEGAY, T. Acidification of weaner pig diets: A review. Journal of the Science of Food and Agriculture, v. 62, n. 4, p.313-322, 1993.

REZENDE, L. A. Avaliação de estratégias nutricionais na fase de creche, com foco no uso de promotores de crescimento e na complexidade das dietas. 2019. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal de Minas Gerais, Escola de Veterinária, Belo Horizonte, 2019.

SANCHES, A. L.; LIMA, J.A.F; FIALHO, E.T.; MURGAS, L.D.S.; ALMEIDA, E.C.; VIEIRA NETO, J.; FREITAS, R.T.F. Probiótico, prebiótico e simbiótico em rações de leitões ao desmame. Ciência Agrotecnológica, v. 30, n. 4, p. 774-777, 2006.

SUIRYANRAYNA, M. V. A. N.; RAMANA, J. V. A review of the effects of dietary organic acids fed to swine. Journal of Animal Science and Biotechnology, v. 6, n. 1, p. 45, 2015.

TAYLOR, W. H. Studies on gastric proteolysis. The proteolytic activity of human gastric juice and pig and calf gastric mucosal extracts below pH 5. Biochemical Journal, v. 71, n. 1, p. 73-83, 1959.

VONDRUSKOVA, H.; SLAMOVA, R.; TRCKOVA, M.; ZRALY, Z.; PAVLIK, I. Alternatives to antibiotic growth promoters in prevention of diarrhoea in weaned piglets: a review. Veterinarni Medicina, v. 55, n. 5, p,199-224, 2010.

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